论文目录 | |
| 摘要 | 第1-5页 |
| Abstract | 第5-14页 |
| 第1章 绪论 | 第14-31页 |
| 1.1 真菌活性多糖概括 | 第14-25页 |
| 1.1.1 食用菌中营养成分的研究 | 第14页 |
| 1.1.2 真菌多糖的研究现状 | 第14-16页 |
| 1.1.3 真菌多糖的提取 | 第16-18页 |
| 1.1.3.1 真菌粗多糖的提取 | 第16-17页 |
| 1.1.3.2 多糖中蛋白质的去除 | 第17页 |
| 1.1.3.3 多糖中色素的去除 | 第17-18页 |
| 1.1.3.4 多糖中小分子物质的去除 | 第18页 |
| 1.1.4 真菌多糖的分离纯化 | 第18-19页 |
| 1.1.5 真菌多糖的结构解析 | 第19-21页 |
| 1.1.5.1 分子量测定 | 第20页 |
| 1.1.5.2 单糖组成测定 | 第20页 |
| 1.1.5.3 单糖糖环形式测定 | 第20-21页 |
| 1.1.5.4 单糖残基连接测定 | 第21页 |
| 1.1.6 多糖的结构与功能的关系 | 第21-22页 |
| 1.1.7 真菌多糖的生物学功能 | 第22-25页 |
| 1.1.7.1 免疫调节作用 | 第22-23页 |
| 1.1.7.2 抗肿瘤作用 | 第23-24页 |
| 1.1.7.3 降血脂作用 | 第24-25页 |
| 1.1.7.4 抗氧化作用 | 第25页 |
| 1.1.7.5 抗炎症作用 | 第25页 |
| 1.1.7.6 保肝作用 | 第25页 |
| 1.1.7.7 其他作用 | 第25页 |
| 1.2 降血脂活性物质的研究进展 | 第25-27页 |
| 1.2.1 降血脂物质的类型 | 第26页 |
| 1.2.2 降血脂分子机制的研究进展 | 第26-27页 |
| 1.3 杏鲍菇目前研究与开发现状 | 第27-28页 |
| 1.3.1 概述 | 第27页 |
| 1.3.2 杏鲍菇目前研究现状 | 第27-28页 |
| 1.4 研究内容、思路和方法 | 第28-31页 |
| 1.4.1 研究内容 | 第28页 |
| 1.4.2 研究思路 | 第28-29页 |
| 1.4.3 研究方法 | 第29-31页 |
| 1.4.3.1 评估多糖的抗氧化和降血脂的生物学活性 | 第29-30页 |
| 1.4.3.2 活性多糖的分离纯化和鉴定 | 第30-31页 |
| 第2章 杏鲍菇子实体多糖抗氧化和降血脂功能的研究 | 第31-47页 |
| 2.1 杏鲍菇子实体多糖体外抗氧化功能的研究 | 第32-36页 |
| 2.1.1 材料和方法 | 第32-34页 |
| 2.1.1.1 实验材料 | 第32页 |
| 2.1.1.2 实验仪器 | 第32页 |
| 2.1.1.3 杏鲍菇子实体多糖的提取 | 第32-33页 |
| 2.1.1.4 多糖含量的测定 | 第33页 |
| 2.1.1.5 杏鲍菇子实体多糖体外抗氧化功能的研究 | 第33-34页 |
| 2.1.1.6 数据处理 | 第34页 |
| 2.1.2 实验结果 | 第34-36页 |
| 2.1.2.1 标准曲线的制作 | 第34-35页 |
| 2.1.2.2 杏鲍菇子实体多糖的得率和含量检测 | 第35页 |
| 2.1.2.3 PEPE体外抗氧化功能的检测 | 第35-36页 |
| 2.1.3 讨论 | 第36页 |
| 2.2 杏鲍菇子实体多糖体内降血脂功能的研究 | 第36-47页 |
| 2.2.1 材料和方法 | 第37-40页 |
| 2.2.1.1 实验材料 | 第37页 |
| 2.2.1.2 实验试剂 | 第37页 |
| 2.2.1.3 实验仪器 | 第37页 |
| 2.2.1.4 多糖溶液的制备 | 第37-38页 |
| 2.2.1.5 动物实验 | 第38-39页 |
| 2.2.1.6 血清的制备及相关指标的测定 | 第39页 |
| 2.2.1.7 肝组织切片的制作 | 第39-40页 |
| 2.2.1.8 数据处理 | 第40页 |
| 2.2.2 实验结果 | 第40-45页 |
| 2.2.2.1 高血脂小鼠模型的建立 | 第40-41页 |
| 2.2.2.2 PEPE对高血脂小鼠血清TC,TG,HDL-C,LDL-C的影响 | 第41-43页 |
| 2.2.2.3 PEPE对高血脂小鼠脏器指数的影响 | 第43-44页 |
| 2.2.2.4 比较不同处理组肝细胞形态的变化 | 第44-45页 |
| 2.2.3 讨论 | 第45-47页 |
| 第3章 杏鲍菇子实体活性多糖的分离鉴定及结构分析 | 第47-70页 |
| 3.1 杏鲍菇子实体活性多糖(PEPE)的分离纯化 | 第48-62页 |
| 3.1.1 材料和方法 | 第48-53页 |
| 3.1.1.1 实验材料 | 第48页 |
| 3.1.1.2 实验仪器 | 第48页 |
| 3.1.1.3 PEPE的全波长扫描 | 第48页 |
| 3.1.1.4 PEPE的高效液相色谱检测 | 第48-49页 |
| 3.1.1.5 PEPE的分离纯化 | 第49-51页 |
| 3.1.1.6 利用细胞模型检测PEPE中的活性成分 | 第51-52页 |
| 3.1.1.7 MTT检测 | 第52-53页 |
| 3.1.2 实验结果 | 第53-61页 |
| 3.1.2.1 PEPE全波长扫描的结果 | 第53页 |
| 3.1.2.2 PEPE高效液相色谱检测的结果 | 第53-54页 |
| 3.1.2.3 PEPE抑制巨噬细胞源性泡沫细胞内的脂质积累 | 第54-56页 |
| 3.1.2.4 PEPE中活性组分的分离纯化及鉴定 | 第56-60页 |
| 3.1.2.5 利用泡沫细胞模型快速筛选食用菌活性多糖 | 第60-61页 |
| 3.1.3 讨论 | 第61-62页 |
| 3.2 杏鲍菇子实体多糖(PEPE-A1,A2)的结构鉴定 | 第62-70页 |
| 3.2.1 材料和方法 | 第62-64页 |
| 3.2.1.1 实验材料 | 第62页 |
| 3.2.1.2 实验仪器 | 第62页 |
| 3.2.1.3 PEPE-A1,A2的红外光谱测定 | 第62页 |
| 3.2.1.4 PEPE-A1,A2的分子量测定 | 第62-63页 |
| 3.2.1.5 气相色谱分析PEPE-A1,A2的单糖组成 | 第63-64页 |
| 3.2.1.6 NMR测定 | 第64页 |
| 3.2.2 实验结果 | 第64-68页 |
| 3.2.2.1 PEPE-A1,A2的红外光谱结果 | 第64-65页 |
| 3.2.2.2 PEPE-A1,A2的分子量测定结果 | 第65页 |
| 3.2.2.3 PEPE-A1,A2的单糖组成结果 | 第65-67页 |
| 3.2.2.4 PEPE-A1,A2可能的结构重复单元 | 第67-68页 |
| 3.2.3 讨论 | 第68-70页 |
| 第4章 杏鲍菇菌丝体发酵液中的活性多糖的分离鉴定 | 第70-85页 |
| 4.1 杏鲍菇发酵液中分泌多糖(EP)的分离纯化 | 第70-79页 |
| 4.1.1 材料和方法 | 第70-73页 |
| 4.1.1.1 实验材料 | 第70页 |
| 4.1.1.2 实验仪器 | 第70-71页 |
| 4.1.1.3 杏鲍菇胞外分泌多糖(EP)的提取 | 第71页 |
| 4.1.1.4 EP的高效液相色谱检测 | 第71页 |
| 4.1.1.5 EP的高效液相色谱检测 | 第71页 |
| 4.1.1.6 使用离子交换柱DEAE-52分离EP | 第71-72页 |
| 4.1.1.7 利用细胞模型检测EP中的活性成分 | 第72页 |
| 4.1.1.8 MTT检测 | 第72-73页 |
| 4.1.2 实验结果 | 第73-78页 |
| 4.1.2.1 EP全波长扫描的结果 | 第73页 |
| 4.1.2.2 EP高效液相色谱检测的结果 | 第73-74页 |
| 4.1.2.3 EP抑制巨噬细胞源性泡沫细胞内的脂质积累 | 第74-76页 |
| 4.1.2.4 DEAE-52离子交换柱分离纯化EP的结果 | 第76-78页 |
| 4.1.3 讨论 | 第78-79页 |
| 4.2 杏鲍菇菌丝体发酵液中分泌多糖(EP-1)的结构鉴定 | 第79-85页 |
| 4.2.1 材料和方法 | 第79-80页 |
| 4.2.1.1 实验材料 | 第79页 |
| 4.2.1.2 实验仪器 | 第79页 |
| 4.2.1.3 EP-1的红外光谱测定 | 第79页 |
| 4.2.1.4 EP-1的分子量测定 | 第79-80页 |
| 4.2.1.5 气相色谱分析EP-1的单糖组成 | 第80页 |
| 4.2.1.6 NMR测定 | 第80页 |
| 4.2.2 实验结果 | 第80-83页 |
| 4.2.2.1 EP-1的红外光谱结果 | 第80-81页 |
| 4.2.2.2 EP-1的分子量测定结果 | 第81页 |
| 4.2.2.3 PEP-1的单糖组成结果 | 第81-82页 |
| 4.2.2.4 EP-1可能的结构重复单元 | 第82-83页 |
| 4.2.3 讨论 | 第83-85页 |
| 第5章 杏鲍菇活性多糖抑制脂质积累的机制研究 | 第85-105页 |
| 5.1 材料和方法 | 第86-95页 |
| 5.1.1 实验细胞 | 第86-87页 |
| 5.1.2 实验试剂和材料 | 第87页 |
| 5.1.3 实验仪器 | 第87-88页 |
| 5.1.4 细胞培养 | 第88页 |
| 5.1.5 Real-time qPCR实验方法 | 第88-91页 |
| 5.1.5.1 细胞总RNA的提取 | 第88-89页 |
| 5.1.5.2 反转录PCR | 第89-90页 |
| 5.1.5.3 实时荧光定量PCR | 第90-91页 |
| 5.1.5.4 实时荧光定量PCR数据处理 | 第91页 |
| 5.1.6 流式检测 | 第91-92页 |
| 5.1.7 Western blotting | 第92-94页 |
| 5.1.7.1 蛋白样品的制备 | 第92-93页 |
| 5.1.7.2 SDS-PAGE电泳 | 第93页 |
| 5.1.7.3 转膜 | 第93-94页 |
| 5.1.7.4 孵育抗体及检测 | 第94页 |
| 5.1.8 免疫荧光检测蛋白表达量 | 第94-95页 |
| 5.2 实验结果 | 第95-102页 |
| 5.2.1 EP对参与脂质吸收和流出过程中重要成员基因表达量的影响 | 第95-98页 |
| 5.2.2 EP对细胞内CD36蛋白表达的影响 | 第98-99页 |
| 5.2.2.1 流式细胞仪检测技术分析CD36蛋白表达量的变化 | 第98页 |
| 5.2.2.2 Western Blotting分析CD36蛋白表达量的变化 | 第98-99页 |
| 5.2.3 EP对细胞内ABCA1蛋白表达的影响 | 第99-102页 |
| 5.2.3.1 流式细胞仪检测技术分析ABCA1蛋白表达量的变化 | 第99-100页 |
| 5.2.3.2 免疫荧光染色检测ABCA1蛋白表达量的变化 | 第100-102页 |
| 5.3 讨论 | 第102-105页 |
| 第6章 发酵条件优化提高胞外多糖的产量 | 第105-113页 |
| 6.1 材料和方法 | 第105-107页 |
| 6.1.1 实验材料 | 第105页 |
| 6.1.2 实验仪器 | 第105页 |
| 6.1.3 实验用培养基 | 第105-106页 |
| 6.1.4 实验方法 | 第106-107页 |
| 6.1.4.1 培养方法 | 第106页 |
| 6.1.4.2 培养条件试验 | 第106页 |
| 6.1.4.3 碳源利用试验 | 第106页 |
| 6.1.4.4 氮源利用试验 | 第106页 |
| 6.1.4.5 无机离子利用试验 | 第106页 |
| 6.1.4.6 正交试验确定最佳培养条件 | 第106-107页 |
| 6.1.4.7 胞外多糖的提取 | 第107页 |
| 6.2 实验结果 | 第107-112页 |
| 6.2.1 培养条件对胞外多糖产量的影响 | 第107-108页 |
| 6.2.1.1 不同培养时间对胞外多糖产量的影响 | 第107页 |
| 6.2.1.2 起始培养基pH对胞外多糖产量的影响 | 第107-108页 |
| 6.2.2 培养基成分对胞外多糖产量的影响 | 第108-110页 |
| 6.2.2.1 不同碳源对胞外多糖产量的影响 | 第108-109页 |
| 6.2.2.2 不同氮源对胞外多糖产量的影响 | 第109-110页 |
| 6.2.2.3 不同无机离子对胞外多糖产量的影响 | 第110页 |
| 6.2.3 利用正交试验优化液体培养的条件以提高胞外多糖的产量 | 第110-112页 |
| 6.3 讨论 | 第112-113页 |
| 第7章 结论 | 第113-115页 |
| 参考文献 | 第115-129页 |
| 在读期间发表的学术论文及研究成果 | 第129-130页 |
| 致谢 | 第130页 |
