论文目录 | |
| 摘要 | 第1-4页 |
| Abstract | 第4-9页 |
| 引言 | 第9-11页 |
| 材料与方法 | 第11-38页 |
| 1.实验材料 | 第11-14页 |
| 1.1 细胞株与实验动物 | 第11页 |
| 1.2 药品与试剂 | 第11-13页 |
| 1.3 材料与仪器 | 第13-14页 |
| 2.实验方法 | 第14-38页 |
| 2.1 体外实验 | 第14-33页 |
| 2.1.1 主要试剂配制 | 第14-15页 |
| 2.1.2 细胞制备及培养 | 第15-18页 |
| 2.1.3 设计与化学合成si RNA | 第18页 |
| 2.1.44T1细胞转染条件优化 | 第18-19页 |
| 2.1.5 靶向VEGF-C的si RNA筛选 | 第19-24页 |
| 2.1.6 ELISA法检测siV2浓度对 4T1细胞表达VEGF-C干扰的影响及时效 | 第24-25页 |
| 2.1.7 MTT法检测 4T1细胞增殖活性 | 第25-26页 |
| 2.1.8 Hoechst33258荧光染色检测 4T1细胞凋亡的形态学改变 | 第26页 |
| 2.1.9 流式细胞术检测 4T1细胞凋亡率 | 第26-27页 |
| 2.1.10 细胞划痕实验检测 4T1细胞迁移活性 | 第27页 |
| 2.1.11 流式细胞术检测 4T1细胞CCR7表达状况 | 第27-28页 |
| 2.1.12 ELISA法检测VEGF-C沉默对 4T1细胞分泌CCL21的影响 | 第28页 |
| 2.1.13 Western blot法检测 4T1细胞VEGFR-3、p AKT、KLF-2、survivin与活化Caspase3蛋白表达 | 第28-29页 |
| 2.1.14 RT-PCR法检测 4T1细胞中CCL21、CCR7、VEGFR-3、KLF2与survivin的m RNA表达 | 第29-30页 |
| 2.1.15 siV2转染小鼠i DC | 第30页 |
| 2.1.16 RT-PCR检测小鼠i DC的VEGF-C、VEGFR3、KLF-2、survivin m RNA表达 | 第30-31页 |
| 2.1.17 Western blotting法检测小鼠i DC细胞VEGFR3、磷酸化AKT、KLF-2、survivin与活化Caspase3蛋白的表达 | 第31页 |
| 2.1.18 流式细胞术检测小鼠i DC的凋亡率 | 第31-32页 |
| 2.1.19 流式细胞术检测经LPS刺激后不同组小鼠DC表型变化 | 第32页 |
| 2.1.20 单向淋巴细胞混合实验（MLR） | 第32-33页 |
| 2.1.21 统计学处理 | 第33页 |
| 2.2 体内实验 | 第33-38页 |
| 2.2.1 建立小鼠乳腺癌动物模型 | 第33页 |
| 2.2.2 分组治疗及指标观测 | 第33-34页 |
| 2.2.3 ELISA法检测肿瘤组织内VEGF-C与CCL21蛋白的表达 | 第34页 |
| 2.2.4 小鼠肺转移癌灶的检测 | 第34页 |
| 2.2.5 HE染色法观察肿瘤组织病理形态 | 第34页 |
| 2.2.6 TUNEL染色法检测肿瘤组织细胞凋亡 | 第34-35页 |
| 2.2.7 免疫组化法检测肿瘤组织中VEGF-C、磷酸化AKT、survivin、KLF-2、VEGFR-3的蛋白表达以及微淋巴管密度（MLVD) | 第35-36页 |
| 2.2.8 流式细胞术检测肿瘤组织中侵润DC状况 | 第36页 |
| 2.2.9 流式细胞术检测肿瘤组织中侵润Foxp3+细胞状况 | 第36页 |
| 2.2.10 流式细胞术检测肿瘤组织中CCR7+ 4T1细胞状况 | 第36-37页 |
| 2.2.11 统计学分析方法 | 第37-38页 |
| 结果 | 第38-63页 |
| 1 体外实验 | 第38-51页 |
| 1.1 以 4T1细胞为靶细胞筛选si RNA的最佳转染效率 | 第38页 |
| 1.2 以 4T1细胞为靶细胞筛选干扰VEGF-C表达的高效si RNA | 第38-39页 |
| 1.3 不同浓度siV2转染对 4T1细胞分泌VEGF-C因子的影响 | 第39-40页 |
| 1.4 siV2转染对 4T1细胞分泌VEGF-C因子影响的时效 | 第40页 |
| 1.5 siV2刺激对 4T1细胞增殖活性的影响 | 第40-41页 |
| 1.6 siV2转染对 4T1细胞凋亡的影响 | 第41页 |
| 1.7 划痕实验 | 第41-43页 |
| 1.8 siV2转染对 4T1细胞CCR7分子表达的影响 | 第43页 |
| 1.9 VEGF-C干扰对 4T1细胞分泌CCL21因子的影响 | 第43-44页 |
| 1.10 VEGF-C干扰对 4T1细胞VEGFR-3、p-AKT、KLF-2、survivin与活化Caspase3蛋白表达的影响 | 第44-45页 |
| 1.11 沉默VEGF-C对 4T1细胞中VEGFR-3、KLF2、CCR7、CCL21与survivin的m RNA表达影响 | 第45页 |
| 1.12 小鼠骨髓来源的DC形态观察及纯度分析 | 第45-46页 |
| 1.13 小鼠树突状细胞的si RNA转染效率 | 第46-47页 |
| 1.14 siV2转染对小鼠DC上清液中VEGF-C浓度的影响 | 第47页 |
| 1.15 VEGF-C干扰对i DC VEGF-C、VEGFR-3、KLF2与survivin m RNA表达影响 · 39 | 第47-48页 |
| 1.16 沉默VEGF-C对小鼠DC细胞VEGFR-3，p-Akt，KLF-2,survivin与活化的Caspase-3 蛋白表达影响 | 第48-49页 |
| 1.17 VEGF-C沉默对对小鼠DC凋亡的影响 | 第49页 |
| 1.18 VEGF-C干扰对小鼠DC成熟及CCR7表达的影响 | 第49-51页 |
| 1.19 单向淋巴细胞混合实验 | 第51页 |
| 2 体内实验 | 第51-63页 |
| 2.1 VEGF-C干扰对荷瘤小鼠肿瘤生长的影响 | 第51-53页 |
| 2.2 siV2注射对肿瘤组织中VEGF-C与CCL21表达的影响 | 第53页 |
| 2.3 肿瘤组织常规病理检查 | 第53页 |
| 2.4 siV2对小鼠肿瘤组织细胞凋亡的影响 | 第53-55页 |
| 2.5 VEGF-C表达干扰对小鼠肿瘤组织中VEGF-C、p AKT、survivin、KLF-2 与VEGFR-3蛋白表达的影响 | 第55页 |
| 2.6 VEGF-C表达干扰对肿瘤组织淋巴管密度（MLVD）的影响 | 第55页 |
| 2.7 VEGF-C表达干扰对小鼠乳腺癌肺脏转移的影响 | 第55-59页 |
| 2.8 VEGF-C表达干扰对肿瘤组织中浸润树突状细胞数量及表型的影响 | 第59页 |
| 2.9 VEGF-C表达干扰对肿瘤组织中浸润FOXP3+细胞数量的影响 | 第59-60页 |
| 2.10 VEGF-C表达干扰对肿瘤组织中 4T1细胞CCR7表达的影响 | 第60-63页 |
| 讨论 | 第63-71页 |
| 结论 | 第71-72页 |
| 参考文献 | 第72-79页 |
| 综述 | 第79-93页 |
| 综述参考文献 | 第86-93页 |
| 攻读学位期间的研究成果 | 第93-94页 |
| 附录或缩略词表 | 第94-95页 |
| 致谢 | 第95-96页 |
