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天然小分子化合物对肠癌及胶质瘤细胞的抗肿瘤作用及潜在机制研究

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天然小分子化合物对肠癌及胶质瘤细胞的抗肿瘤作用及潜在机制研究
论文目录
 
致谢第1-6页
前言第6-8页
中文摘要第8-11页
Abstract第11-15页
缩略语第15-22页
第一部分 基于胶质瘤代谢网络的小分子化合物抗肿瘤作用及第22-94页
1 绪论:肿瘤细胞的能量代谢特点研究第22-26页
  1.1 正常细胞的能量代谢方式第22-23页
  1.2 肿瘤细胞的能量代谢方式第23页
  1.3 果糖双磷酸酶-2同工酶3(PFKFB3)与肿瘤第23-24页
  1.4 乳酸脱氢酶-5与肿瘤第24-26页
2 ZZZ-1对胶质瘤细胞代谢的影响及抗肿瘤作用研究第26-76页
  2.1 实验材料第26-33页
    2.1.1 实验用细胞系及实验药物第26页
    2.1.2 实验仪器及耗材第26-27页
    2.1.3 实验试剂及抗体第27-29页
    2.1.4 主要试剂配制第29-33页
  2.2 实验方法第33-43页
    2.2.1 细胞培养第33页
    2.2.2 SRB法测定ZZZ-1对人胶质瘤细胞的体外抗肿瘤活性第33页
    2.2.3 细胞集落形成实验第33-34页
    2.2.4 鬼笔环肽染色检测胶质瘤细胞的形态学变化第34页
    2.2.5 葡萄糖、乳酸测定第34-35页
    2.2.6 发光法检测药物对细胞内ATP水平的影响第35-36页
    2.2.7 氧气消耗比率(oxygen consumption rate,OCR)的测定第36页
    2.2.8 JC-1染色检测胶质瘤细胞线粒体膜电位(△Ψ_m)的变化第36-37页
    2.2.9 DCFH-DA染色检测ZZZ-1对胶质瘤细胞ROS的影响第37-38页
    2.2.10 Annexin V-FITC/PI双染检测细胞凋亡第38-39页
    2.2.11 Hoechst 33342染色观察细胞核形态的变化第39页
    2.2.12 PI染色检测ZZZ-1对胶质瘤细胞周期的影响第39-40页
    2.2.13 β-半乳糖苷酶染色检测人胶质瘤U-87MG细胞衰老第40-41页
    2.2.14 免疫荧光化学检测PCNA、survivin及GFAP蛋白表达第41页
    2.2.15 Western blot分析检测蛋白表达的变化第41-42页
    2.2.16 数据分析第42-43页
  2.3 实验结果第43-72页
    2.3.1 ZZZ-1对胶质瘤细胞的药效学检测第43-48页
    2.3.2 ZZZ-1调控胶质瘤细胞能量代谢方式第48-52页
    2.3.3 ZZZ-1诱导胶质瘤细胞线粒体功能发生变化第52-58页
    2.3.4 ZZZ-1引起胶质瘤细胞死亡方式的研究第58-65页
    2.3.5 ZZZ-1促进胶质瘤细胞能量代谢方式转变的机制研究第65-72页
  2.4 讨论第72-76页
3 ZZZ-1的整体抗肿瘤作用及机制研究第76-94页
  3.1 实验材料第76-79页
    3.1.1 实验细胞、动物第76页
    3.1.2 实验仪器及耗材第76-77页
    3.1.3 实验试剂及抗体第77页
    3.1.4 主要试剂配制第77-79页
  3.2 实验方法第79-83页
    3.2.1 U-87MG细胞培养及裸小鼠的饲养第79页
    3.2.2 人胶质瘤细胞U-87MG裸小鼠移植瘤模型的建立第79页
    3.2.3 动物分组及给药第79-80页
    3.2.4 苏木素(HE)染色进行组织形态学检测第80页
    3.2.5 TUNEL/DAPI双染检测细胞凋亡的发生第80-81页
    3.2.6 免疫组织化学染色检测蛋白含量变化第81页
    3.2.7 Western blot检测蛋白表达的变化第81-82页
    3.2.8 数据分析第82-83页
  3.3 实验结果第83-91页
    3.3.1 ZZZ-1及TMZ对U-87MG移植瘤裸小鼠体重的影响第83-84页
    3.3.2 ZZZ-1对人胶质瘤细胞U-87MG裸小鼠移植瘤的治疗作用第84页
    3.3.3 ZZZ-1对U-87MG移植瘤组织及肿瘤血管形态学的影响第84-86页
    3.3.4 ZZZ-1抑制U-87MG裸小鼠移植瘤的细胞增殖第86-87页
    3.3.5 ZZZ-1对U-87MG移植瘤的细胞凋亡的影响第87-89页
    3.3.6 ZZZ-1抑制U-87MG裸小鼠移植瘤VEGF蛋白的表达第89页
    3.3.7 ZZZ-1对U-87MG移植瘤能量代谢及细胞分化的影响第89-91页
  3.4 讨论第91-94页
第二部分 小分子化合物对肠癌多靶点调控作用及机制研究第94-164页
4 绪论第94-98页
5 CADPE对肠癌细胞的药效学及作用机制研究第98-150页
  5.1 实验材料第98-102页
    5.1.1 实验细胞系及研究药物第98页
    5.1.2 实验仪器及耗材第98-99页
    5.1.3 实验试剂及抗体第99-102页
  5.2 实验方法第102-110页
    5.2.1 细胞培养第102页
    5.2.2 SRB法检测细胞活力第102-103页
    5.2.3 细胞集落形成实验第103页
    5.2.4 鬼笔环肽(phalloidin)染色检测细胞形态学变化第103-104页
    5.2.5 JC-1染色检测CADPE对HCT-15细胞△Ψ_m的作用第104-105页
    5.2.6 Annexin V/PI染色流式细胞仪检测细胞凋亡第105-106页
    5.2.7 Hoechst 33342染色观察肠癌细胞核形态的变化第106页
    5.2.8 TUNEL/DAPI染色检测细胞凋亡第106-107页
    5.2.9 PI染色流式细胞仪检测细胞周期第107-108页
    5.2.10 Western blot检测蛋白的表达第108-109页
    5.2.11 数据分析第109-110页
  5.3 实验结果第110-144页
    5.3.1 CADPE的抗肿瘤活性测定第110-114页
    5.3.2 CADPE对人肠癌细胞周期的影响及机制研究第114-123页
    5.3.3 CADPE对人肠癌细胞死亡的影响及其机制研究第123-129页
    5.3.4 CADPE的多靶点调控作用机制研究第129-140页
    5.3.5 CADPE对人正常结肠成纤维细胞无细胞毒作用第140-144页
  5.4 讨论第144-150页
6 CADPE对肠癌的药效学及作用机制整体实验研究第150-164页
  6.1 实验材料第150-153页
    6.1.1 实验细胞、动物及研究药物第150页
    6.1.2 实验仪器及耗材第150-151页
    6.1.3 实验试剂及抗体第151页
    6.1.4 主要试剂配制第151-153页
  6.2 实验方法第153-156页
    6.2.1 SW620细胞培养及动物饲养第153页
    6.2.2 SW620裸鼠移植瘤模型的建立第153页
    6.2.3 动物分组及给药第153-154页
    6.2.4 苏木素(HE)染色第154页
    6.2.5 TUNEL/DAPI双染检测细胞凋亡的发生第154页
    6.2.6 免疫组织化学染色第154-155页
    6.2.7 数据分析第155-156页
  6.3 实验结果第156-162页
    6.3.1 CADPE对人肠癌细胞SW620裸小鼠移植瘤的治疗作用第156-157页
    6.3.2 CADPE抑制SW620裸小鼠移植瘤模型中PCNA蛋白表达第157页
    6.3.3 CADPE诱导SW620裸小鼠移植瘤组织细胞凋亡第157-160页
    6.3.4 CADPE抑制SW620裸小鼠移植瘤周期调控蛋白的表达第160-161页
    6.3.5 CADPE抑制SW620裸小鼠移植瘤VEGF的表达第161-162页
  6.4 讨论第162-164页
参考文献第164-174页
综述:靶向肿瘤细胞内信号转导分子的抗肿瘤作用研究第174-194页
前言第174-175页
  1. 以血管内皮生长因子VEGF及其受体VEGFR为靶点的肿瘤治疗第175-177页
  2. 以蛋白酪氨酸激酶(proteintyrosine kinase,PTK)为靶点的肿瘤治疗第177-179页
  3. 以细胞周期调控蛋白为靶点的肿瘤治疗第179-180页
4 以促分裂原活化蛋白激酶MAPK为靶点的肿瘤治疗第180-182页
5 以核转录因子NF-κB为靶点的肿瘤治疗第182-183页
6 以信号转导子及转录激活子STAT为靶点的肿瘤治疗第183页
问题与展望第183-186页
参考文献第186-194页
作者简介及在学期间所取得的科研成果第194页

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