论文目录 | |
| 摘要 | 第1-7页 |
| Abstract | 第7-18页 |
| 英文缩略词 | 第18-19页 |
| 第一章 绪论 | 第19-41页 |
| 1.1 真核生物的基因转录调控机制概述 | 第19-22页 |
| 1.1.1 真核生物细胞中基因的转录 | 第19-20页 |
| 1.1.2 真核细胞的转录因子和转录因子结合位点 | 第20-22页 |
| 1.1.3 染色质结构和基因转录间相互关系的研究 | 第22页 |
| 1.2 蛋白质和DNA相互作用的研究方法 | 第22-33页 |
| 1.2.1 传统的蛋白质和DNA相互作用研究方法 | 第23-26页 |
| 1.2.2 基于全基因组水平的研究方法 | 第26-28页 |
| 1.2.3 基因转录调控的高通量分析方法 | 第28-33页 |
| 1.3 工业微生物米曲霉的转录调控研究 | 第33-37页 |
| 1.3.1 米曲霉功能基因组学的研究进展 | 第33-34页 |
| 1.3.2 米曲霉中转录因子及其调控机制的研究进展 | 第34-37页 |
| 1.4 研究意义及内容 | 第37-41页 |
| 1.4.1 研究意义 | 第37-38页 |
| 1.4.2 研究内容 | 第38-41页 |
| 第二章 米曲霉DNase-seq测序及DNase足迹位点预测分析 | 第41-63页 |
| 2.1 引言 | 第41-42页 |
| 2.2 实验材料 | 第42-45页 |
| 2.2.1 试剂 | 第42-43页 |
| 2.2.2 仪器 | 第43页 |
| 2.2.3 软件 | 第43-44页 |
| 2.2.4 数据 | 第44-45页 |
| 2.3 实验方法 | 第45-51页 |
| 2.3.1 实验中所使用的米曲霉菌种 | 第45页 |
| 2.3.2 丰富营养的培养条件（DPY） | 第45页 |
| 2.3.3 基本营养条件下内质网压力诱导（UPR） | 第45页 |
| 2.3.4 米曲霉细胞核的提取方法 | 第45-46页 |
| 2.3.5 细胞核DNase I酶切反应条件的优化 | 第46页 |
| 2.3.6 细胞核DNase I酶切反应 | 第46页 |
| 2.3.7 利用荧光定量PCR反应验证DNase I酶切产物的质量 | 第46-47页 |
| 2.3.8 DNase-seq中的建库和测序流程 | 第47页 |
| 2.3.9 DNase-seq测序结果与米曲霉参考基因组比对 | 第47-48页 |
| 2.3.10 计算米曲霉基因组每个位点上的DNase I酶切频率 | 第48-49页 |
| 2.3.11 利用“digital footprinting”算法预测基因组上的DNase足迹位点 | 第49页 |
| 2.3.12 不同培养条件下DNase足迹位点分布的比较 | 第49-50页 |
| 2.3.13基因的GO功能富集分析 | 第50-51页 |
| 2.4 结果与讨论 | 第51-63页 |
| 2.4.1 米曲霉细胞核提取物的DNase I酶切反应优化和产物分析 | 第51-53页 |
| 2.4.2 荧光定量PCR反应验证DNase I酶切产物质量 | 第53-55页 |
| 2.4.3 DNase-seq数据全基因组比对结果的分析 | 第55-57页 |
| 2.4.4 DNase足迹位点分析 | 第57-59页 |
| 2.4.5 不同培养条件下重叠DNase足迹位点的比较分析 | 第59-61页 |
| 2.4.6 本章小结 | 第61-63页 |
| 第三章 基于DNase足迹位点DNA序列的转录因子结合位点预测 | 第63-78页 |
| 3.1 引言 | 第63页 |
| 3.2 实验材料 | 第63-65页 |
| 3.2.1 软件 | 第63-65页 |
| 3.2.2 仪器 | 第65页 |
| 3.2.3 数据 | 第65页 |
| 3.3 实验方法 | 第65-67页 |
| 3.3.1 提取DNase足迹位点的DNA序列 | 第65-66页 |
| 3.3.2 利用MEME发现新的motif | 第66页 |
| 3.3.3 利用FIMO寻找DNase足迹位点序列中每个motif的候选位点 | 第66-67页 |
| 3.3.4 利用Tomtom注释每个motif | 第67页 |
| 3.3.5 绘制每个motif的酶切密度图 | 第67页 |
| 3.3.6 GO功能富集 | 第67页 |
| 3.3.7 Web Logo | 第67页 |
| 3.4 结果与讨论 | 第67-76页 |
| 3.4.1 基于DNase足迹位点序列鉴定DNA基序 | 第67-69页 |
| 3.4.2 鉴定motif的功能和酶切图谱 | 第69-76页 |
| 3.5 本章小结 | 第76-78页 |
| 第四章 丰富营养状态下米曲霉的基因表达和转录起始位点分析 | 第78-98页 |
| 4.1 引言 | 第78-79页 |
| 4.2 实验材料 | 第79-82页 |
| 4.2.1 试剂 | 第79-80页 |
| 4.2.2 软件 | 第80-81页 |
| 4.2.3 仪器 | 第81页 |
| 4.2.4 数据 | 第81-82页 |
| 4.3 实验方法 | 第82-87页 |
| 4.3.1 提取细胞总RNA | 第82页 |
| 4.3.2 建立链特异性转录组文库并测序 | 第82-83页 |
| 4.3.3 测序数据的过滤和比对 | 第83-84页 |
| 4.3.4 基因比对随机性评估 | 第84-85页 |
| 4.3.5 确定基因转录水平 | 第85-86页 |
| 4.3.6 不同培养条件下差异表达基因的功能分析 | 第86页 |
| 4.3.7 注释基因 5’ UTR和转录起始位点 | 第86-87页 |
| 4.3.8 GO功能富集 | 第87页 |
| 4.4 结果与讨论 | 第87-97页 |
| 4.4.1 链特异性转录组分析概要 | 第87-89页 |
| 4.4.2 基因测序随机性和基因组覆盖度评估 | 第89-90页 |
| 4.4.3 丰富营养培养状态下的基因表达 | 第90-93页 |
| 4.4.4 丰富和基本营养条件下米曲霉的基因差异表达分析 | 第93-95页 |
| 4.4.5 重新注释基因的转录起始位点 | 第95-97页 |
| 4.5 本章小结 | 第97-98页 |
| 第五章 转录起始位点上下游区域的染色质结构研究 | 第98-110页 |
| 5.1 引言 | 第98页 |
| 5.2 实验材料 | 第98-100页 |
| 5.2.1 软件 | 第98-99页 |
| 5.2.2 仪器 | 第99页 |
| 5.2.3 数据 | 第99-100页 |
| 5.3 实验方法 | 第100-101页 |
| 5.3.1 分析基因转录起始位点周围的酶切密度图 | 第100页 |
| 5.3.2 分析不同类基因的转录起始位点上下游区域酶切模式 | 第100-101页 |
| 5.3.3 基因上游DNase足迹位点的分布 | 第101页 |
| 5.3.4 GO功能富集 | 第101页 |
| 5.4 结果与讨论 | 第101-108页 |
| 5.4.1 转录起始位点附近区域的DNase I酶切图谱 | 第101-103页 |
| 5.4.2 不同 5’ UTR长度和转录水平之间基因上游的染色质结构差异 | 第103-105页 |
| 5.4.3 基因上游酶切数据的聚类分析 | 第105-107页 |
| 5.4.4 基因上游DNase足迹位点的分布情况 | 第107-108页 |
| 5.5 本章小结 | 第108-110页 |
| 第六章 米曲霉基因组上转录因子结合位点的研究 | 第110-123页 |
| 6.1 引言 | 第110页 |
| 6.2 实验材料 | 第110-113页 |
| 6.2.1 软件 | 第110-111页 |
| 6.2.2 数据 | 第111-113页 |
| 6.2.3 仪器 | 第113页 |
| 6.3 实验方法 | 第113-116页 |
| 6.3.1 匹配基因启动子区域的motif候选位点 | 第113-114页 |
| 6.3.2 基因组中的DNase I超敏感位点 | 第114页 |
| 6.3.3 计算候选位点的转录因子结合概率 | 第114-115页 |
| 6.3.4 数据过滤 | 第115-116页 |
| 6.3.5 链特异性酶切图谱和结构分析 | 第116页 |
| 6.3.6 GO功能富集 | 第116页 |
| 6.4 结果与讨论 | 第116-123页 |
| 6.4.1 染色体的DNase I超敏感区域 | 第116页 |
| 6.4.219个已知motif的链特异性酶切模式分析 | 第116-117页 |
| 6.4.3 5 个转录因子蛋白质共结晶结构和motif的酶切模式比对分析 | 第117-122页 |
| 6.4.4 本章小结 | 第122-123页 |
| 结论与展望 | 第123-126页 |
| 参考文献 | 第126-140页 |
| 附录 | 第140-145页 |
| 攻读博士学位期间取得的研究成果 | 第145-147页 |
| 致谢 | 第147-148页 |
| 附件 | 第148页 |
