论文目录 | |
| 摘要 | 第1-6页 |
| Abstract | 第6-8页 |
| 缩略词表 | 第16-18页 |
| 第一章 绪论 | 第18-30页 |
| 1.1 水产品中的致腐菌和致病菌 | 第18-19页 |
| 1.1.1 荧光假单胞菌 | 第18页 |
| 1.1.2 气单胞菌 | 第18页 |
| 1.1.3 金黄色葡萄球菌 | 第18-19页 |
| 1.2 食品中的生物被膜 | 第19-21页 |
| 1.2.1 生物被膜的定义 | 第19页 |
| 1.2.2 混合生物被膜 | 第19-20页 |
| 1.2.3 水产品加工中生物被膜 | 第20-21页 |
| 1.3 群体感应 | 第21-25页 |
| 1.3.1 群体感应与生物被膜 | 第21-22页 |
| 1.3.2 革兰氏阴性菌的群体感应 | 第22-24页 |
| 1.3.3 革兰氏阳性菌的群体感应 | 第24-25页 |
| 1.4 精油 | 第25-28页 |
| 1.4.1 精油 | 第25-27页 |
| 1.4.2 精油与生物被膜 | 第27-28页 |
| 1.5 本研究的目的、意义和内容 | 第28-30页 |
| 第二章 十种香芹酚和肉桂醛结构类似物的抑菌和抗生物被膜分析 | 第30-41页 |
| 2.1 前言 | 第30页 |
| 2.2 材料与设备 | 第30-32页 |
| 2.2.1 菌株及培养条件 | 第30页 |
| 2.2.2 试剂 | 第30-31页 |
| 2.2.3 主要仪器设备 | 第31-32页 |
| 2.3 试验方法 | 第32-33页 |
| 2.3.1 EOs成分MIC测定 | 第32页 |
| 2.3.2 结晶紫染法测定生物被膜 | 第32页 |
| 2.3.3 胞外多糖的测定 | 第32-33页 |
| 2.3.4 泳动和蜂拥的检测 | 第33页 |
| 2.3.5 显微镜观察细菌粘附 | 第33页 |
| 2.3.6 生物报告菌检测AHLs | 第33页 |
| 2.4 数据处理和分析 | 第33页 |
| 2.5 结果分析 | 第33-38页 |
| 2.5.1 EOs成分的MIC | 第33-34页 |
| 2.5.2 EOs成分抑制生物被膜 | 第34-35页 |
| 2.5.3 EOs成分抑制胞外多糖 | 第35页 |
| 2.5.4 EOs成分抑制粘附 | 第35-36页 |
| 2.5.5 EOs成分抑制运动能力 | 第36-37页 |
| 2.5.6 EOs成分抑制AHLs分泌 | 第37-38页 |
| 2.6 讨论 | 第38-41页 |
| 第三章 香芹酚介导AHL信号抑制荧光假单胞菌生物被膜 | 第41-74页 |
| 3.1 前言 | 第41页 |
| 3.2 材料与设备 | 第41-42页 |
| 3.2.1 菌株及培养条件 | 第41页 |
| 3.2.2 试剂 | 第41-42页 |
| 3.2.3 主要仪器设备 | 第42页 |
| 3.3 实验方法 | 第42-47页 |
| 3.3.1 香芹酚MIC测定 | 第42页 |
| 3.3.2 结晶紫染色测定生物被膜 | 第42页 |
| 3.3.3 胞外多糖的测定 | 第42-43页 |
| 3.3.4 泳动和蜂拥的检测 | 第43页 |
| 3.3.5 CLSM观察生物被膜结构 | 第43页 |
| 3.3.6 胞外蛋白酶活性测定 | 第43页 |
| 3.3.7 转录组学测序 | 第43-46页 |
| 3.3.8 荧光定量PCR验证 | 第46-47页 |
| 3.4 数据处理和分析 | 第47-48页 |
| 3.5 结果分析 | 第48-71页 |
| 3.5.1 香芹酚对荧光假单胞菌的MIC | 第48页 |
| 3.5.2 香芹酚抑制野生株和缺失株生物被膜 | 第48-49页 |
| 3.5.3 香芹酚抑制野生株和缺失株胞外多糖 | 第49页 |
| 3.5.4 CLSM观察香芹酚抑制野生株和缺失株生物被膜 | 第49-50页 |
| 3.5.5 香芹酚抑制野生株和缺失株运动能力 | 第50-51页 |
| 3.5.6 香芹酚抑制野生株和缺失株胞外蛋白酶 | 第51页 |
| 3.5.7 香芹酚抑制野生株和缺失株AHLs信号 | 第51-55页 |
| 3.5.8 分子对接模拟香芹酚与群体感应蛋白的结合 | 第55-57页 |
| 3.5.9 转录组分析香芹酚对荧光假单胞菌被膜状态基因表达的影响 | 第57-70页 |
| 3.5.10 香芹酚对荧光假单胞菌的调控机制模拟图 | 第70-71页 |
| 3.6 讨论 | 第71-74页 |
| 第四章 香芹酚抑制荧光假单胞菌和金黄色葡萄球菌混合生物被膜形成 | 第74-95页 |
| 4.1 前言 | 第74-75页 |
| 4.2 材料与设备 | 第75页 |
| 4.2.1 材料、菌株及培养条件 | 第75页 |
| 4.2.2 试剂 | 第75页 |
| 4.2.3 主要仪器设备 | 第75页 |
| 4.3 实验方法 | 第75-78页 |
| 4.3.1 灭菌鱼汁制备 | 第75-76页 |
| 4.3.2 被膜菌的计数 | 第76页 |
| 4.3.3 浮游菌的测定 | 第76页 |
| 4.3.4 结晶紫法测定生物被膜 | 第76页 |
| 4.3.5 胞外多糖的检测 | 第76页 |
| 4.3.6 CLSM观察生物被膜 | 第76页 |
| 4.3.7 SEM观察粘附和被膜 | 第76-77页 |
| 4.3.8 腐败能力测定 | 第77页 |
| 4.3.9 溶血性测定 | 第77页 |
| 4.3.10 DPD和 C4-HSL的外源添加 | 第77-78页 |
| 4.4 数据处理和分析 | 第78页 |
| 4.5 结果分析 | 第78-91页 |
| 4.5.1 混合培养中的浮游菌和生物被膜菌 | 第78-79页 |
| 4.5.2 多组显微镜观察混合被膜结构 | 第79-80页 |
| 4.5.3 香芹酚对共培养浮游菌抑制 | 第80-81页 |
| 4.5.4 香芹酚对混合生物被膜菌的抑制 | 第81-82页 |
| 4.5.5 香芹酚降低混合生物被膜和多糖分泌 | 第82-83页 |
| 4.5.6 CLSM观察香芹酚对混合生物被膜结构的影响 | 第83-86页 |
| 4.5.7 SEM观察香芹酚对混合生物被膜结构的影响 | 第86-87页 |
| 4.5.8 香芹酚减少荧光假单胞菌蛋白酶活性和TVB-N | 第87-88页 |
| 4.5.9 香芹酚抑制金黄色葡萄球菌的溶血性 | 第88-89页 |
| 4.5.10 香芹酚对群体感应信号的影响 | 第89-91页 |
| 4.5.11 外源DPD和 C_4-HSL添加对混合生物被膜的影响 | 第91页 |
| 4.6 讨论 | 第91-95页 |
| 第五章 总结、创新点和展望 | 第95-96页 |
| 5.1 总结 | 第95页 |
| 5.2 创新点 | 第95页 |
| 5.3 展望 | 第95-96页 |
| 参考文献 | 第96-114页 |
| 致谢 | 第114-115页 |
| 附录 | 第115-153页 |
