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P.fluorescens和S.baltica共培养下生物被膜形成及互作机制研究

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P.fluorescens和S.baltica共培养下生物被膜形成及互作机制研究
论文目录
 
摘要第1-6页
ABSTRACT第6-13页
第一章 绪论第13-24页
  1.1 水产品中主要腐败菌第13页
    1.1.1 荧光假单胞菌第13页
    1.1.2 波罗的海希瓦氏菌第13页
  1.2 生物被膜第13-15页
    1.2.1 生物被膜的定义第13-14页
    1.2.2 生物被膜的常见分子特性第14页
    1.2.3 生物被膜的优势第14-15页
  1.3 多元物种生物被膜第15-21页
    1.3.1 多元物种生物被膜概述第15页
    1.3.2 多元物种生物被膜的形成过程第15-19页
      1.3.2.1 可逆粘附第16-17页
      1.3.2.2 不可逆粘附第17页
      1.3.2.3 微菌落形成第17-18页
      1.3.2.4 成熟第18页
      1.3.2.5 播撒第18-19页
    1.3.3 多元物种被膜中的细菌相互作用第19-21页
  1.4 群体感应与生物被膜的关系第21-22页
  1.5 本课题的研究目的、意义和内容第22-24页
第二章 鱼源P.fluorescens生物被膜形成和致腐表型的研究第24-34页
  2.1 前言第24页
  2.2 材料与设备第24-25页
    2.2.1 菌种及培养条件第24-25页
    2.2.2 试剂第25页
    2.2.3 主要仪器设备第25页
  2.3 实验方法第25-27页
    2.3.1 活化培养第25页
    2.3.2 生长曲线测定第25页
    2.3.3 结晶紫法定量检测生物被膜第25-26页
    2.3.4 胞外多糖(EPS)含量测定第26页
    2.3.5 珠涡流法第26页
    2.3.6 荧光显微镜观察第26页
    2.3.7 泳动性测定第26页
    2.3.8 蛋白酶活性测定第26-27页
    2.3.9 嗜铁素检测第27页
    2.3.10 生物报告菌检测信号分子第27页
    2.3.11 统计学处理第27页
  2.4 结果与分析第27-33页
    2.4.1 荧光假单胞菌分离株的生长曲线第27-28页
    2.4.2 荧光假单胞菌分离株的生物被膜形成第28-30页
      2.4.2.1 结晶紫法测定生物被膜含量第28-29页
      2.4.2.2 EPS含量第29-30页
    2.4.3 荧光假单胞菌分离株的粘附能力第30-31页
    2.4.4 荧光假单胞菌分离株的泳动性第31页
    2.4.5 荧光假单胞菌分离株的蛋白酶和嗜铁素活性第31-32页
    2.4.6 生物报告菌法检测AHLs信号分子第32-33页
  2.5 讨论与分析第33-34页
第三章 P.fluorescens和S.baltica单菌和混菌在不同温度下的被膜形成第34-48页
  3.1 前言第34-35页
  3.2 材料与设备第35-36页
    3.2.1 菌种及培养条件第35页
    3.2.2 培养基和主要试剂第35页
    3.2.3 仪器设备第35-36页
  3.3 实验方法第36-37页
    3.3.1 生长曲线测定第36页
    3.3.2 结晶紫法定量检测生物被膜第36页
    3.3.3 胞外多糖(EPS)含量测定第36页
    3.3.4 薄膜试验和扫描电镜(SEM)观察第36-37页
    3.3.5 荧光显微镜观察第37页
    3.3.6 共聚焦显微镜(CLSM)观察第37页
    3.3.7 生物报告菌和LC-MS/MS检测信号分子第37页
  3.4 数据处理和制图第37页
  3.5 结果与分析第37-45页
    3.5.1 单/共培养下的生长曲线第37-38页
    3.5.2 单/共培养下生物被膜的形成第38-40页
    3.5.3 单/共培养下胞外多糖含量第40页
    3.5.4 不同菌种及共培养对薄膜形成的影响第40-42页
    3.5.5 单菌与混菌的粘附能力和生物被膜形成第42-44页
    3.5.6 共培养对P.fluorescens AHLs活性的影响第44-45页
  3.6 讨论第45-48页
第四章 P.fluorescence中luxI基因缺失对单菌和混菌生物被膜的影响第48-61页
  4.1 前言第48页
  4.2 材料与仪器第48-49页
    4.2.1 菌种及培养条件第48页
    4.2.2 主要试剂和培养基第48-49页
    4.2.3 主要仪器第49页
  4.3 实验方法第49-50页
    4.3.1 缺失株luxI基因缺失验证第49页
      4.3.1.1 DNA提取第49页
      4.3.1.2 引物设计及PCR扩增第49页
    4.3.2 生物报告菌法和LC-MS/MS检测缺失株和野生株信号分子第49页
    4.3.3 生长曲线测定第49-50页
    4.3.4 结晶紫法定量检测生物被膜第50页
    4.3.5 珠涡流法第50页
    4.3.6 泳动性测定第50页
    4.3.7 胞外多糖含量测定第50页
    4.3.8 共聚焦显微镜(CLSM)观察第50页
  4.4 数据处理和分析第50页
  4.5 结果与分析第50-59页
    4.5.1 PF07缺失株luxI基因扩增和活性分析第50-52页
    4.5.2 PF07野生株和缺失株的生长及粘附变化第52-53页
    4.5.3 PF07野生株和缺失株的生物被膜变化第53-54页
    4.5.4 PF07野生株和缺失株的水溶性胞外多糖含量变化第54-55页
    4.5.5 PF07野生株和缺失株的泳动能力变化第55-56页
    4.5.6 luxI基因缺失对混菌生长和生物被膜的影响第56-57页
    4.5.7 P.fluorescens和S.baltica上清提取液的添加对其生长和生物被膜的影响第57-59页
  4.6 讨论第59-61页
第五章 总结、展望和创新点第61-63页
  5.1 总结第61页
  5.2 创新点第61页
  5.3 展望第61-63页
参考文献第63-74页
致谢第74-75页
附录Ⅰ 英文缩略词对照表第75-76页
附录Ⅱ 攻读硕士学位期间主要研究成果第76-78页

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